一种提高红苞凤梨抗寒性的方法

技术领域

本发明属于观赏花卉栽培技术领域，具体涉及一种提高红苞凤梨抗寒性的方法。

背景技术

红苞凤梨又名金边凤梨、艳凤梨，为凤梨科凤梨属多年生地生性常绿草本。红苞凤梨花期持久，植株粗犷奇特，富有野趣，果形如菠萝亦经久耐赏，因此又被誉为“菠萝花”。红苞风梨原产地为阿根廷，喜欢温暖湿润的环境和通风良好的生存条件，喜欢阳光能耐干旱；红苞凤梨对生长地的阳光有一定的要求，如果阳光照射不充足，那么就会影响其正常的生长发育。如果气温偏低红苞凤梨易遭受冷害，导致叶片与花变色，严重时甚至枯萎腐败。短时间的低温或极高温，虽然会对生长造成一定危害，但当温度恢复正常后植株仍可生长良好。目前研究指出最适宜凤梨生长的温度为22-25℃，日温22-28℃，夜温15-18℃，相差6℃以上是最好的日夜温差，而10℃为最佳温差。因此可以看出红苞凤梨对冬季的温度要求很严，当低于3-6℃就不能在室外安全越冬。解决红苞凤梨植株的低温伤害一直是生产上的一个重要课题，并且受到科学工作者的重视，但目前还没有很好的栽培措施来提高红苞凤梨植株的抗寒性，并实现其在冬季温度较低地区的室外栽培。

发明内容

有鉴于此，本发明旨在提供一种提高红苞凤梨抗寒性的方法以解决上述问题。本发明的技术方案为：

一种提高红苞凤梨抗寒性的方法，包括以下步骤：

步骤1，将红苞凤梨组培苗接种到含有低温处理剂的MS培养基培养；

步骤2，培养完成后，再进行低温锻炼处理。

优选地，所述红苞凤梨组培苗高度为3～4cm，具有3-5条根和5-8片叶。

进一步地，当采用ABA为低温处理剂时，所述培养过程的控制参数为：ABA浓度为1～12mg/L，培养温度为25±2℃，光照度为15001x，湿度为80％，培养时间为10～40d。优选控制参数为：ABA浓度为8mg/L，培养时间为30d。

进一步地，当采用SA为低温处理剂时，所述培养过程的控制参数为：SA浓度为1～5mg/L，培养温度25±2℃，光照度为15001x，湿度为80％，培养时间为10～40d。优选控制参数为：SA浓度为5mg/L，培养时间为20d。

进一步地，当采用CaCl

进一步地，所述低温锻炼处理的控制参数为：温度为5℃，湿度为80％，光照时间为10h/d，光照度为1500lx，处理3～7天。

优选地，所述低温锻炼处理的控制参数为：温度为5℃，湿度为80％，光照时间为10h/d，光照度为15001x，处理5天。

本发明的有益效果是：采用本发明处理后的红苞凤梨，可以提高其体内的保护酶系统(SOD、POD、CAT)活性，来减轻低温胁迫对红苞凤梨的伤害，使叶片结构保持完整性，缓解了叶绿素降解，促进了光合作用，从而提高了红苞凤梨的整体抗寒性。

附图说明

图1为本发明对比例1中处理时间对红苞凤梨叶片膜透性的影响曲线。

图2为本发明对比例1中处理时间对红苞凤梨叶片MDA含量的影响曲线。

图3为本发明对比例1中处理时间对红苞凤梨叶片叶绿素含量的影响曲线。

图4为本发明对比例1中处理时间对红苞凤梨叶片SOD活性的影响曲线。

图5为本发明对比例1中处理时间对红苞凤梨叶片POD活性的影响曲线。

图6为本发明对比例1中处理时间对红苞凤梨叶片CAT活性的影响曲线。

图7为本发明对比例1中处理时间对红苞凤梨叶片可溶性蛋白的影响曲线。

图8为本发明对比例1中处理时间对红苞凤梨叶片可溶性糖的影响曲线。

图9为本发明对比例2中不同ABA浓度及培养时间对红苞凤梨相对电导率的影响曲线。

图10为本发明对比例2中不同ABA浓度及培养时间对红苞凤梨叶片MDA含量的影响曲线。

图11为本发明对比例2中不同ABA浓度及培养时间对红苞凤梨叶片叶绿素含量的影响曲线。

图12为本发明对比例2中不同ABA浓度及培养时间对红苞凤梨叶片可溶性蛋白含量的影响曲线。

图13为本发明对比例2中不同ABA浓度及培养时间对红苞凤梨叶片可溶性糖含量的影响曲线。

图14为本发明对比例3中不同SA浓度及培养时间对红苞凤梨相对电导率的影响曲线。

图15为本发明对比例3中不同SA浓度及培养时间对红苞凤梨叶片MDA含量的影响曲线。

图16为本发明对比例3中不同SA浓度及培养时间对红苞凤梨叶片叶绿素含量的影响曲线。

图17为本发明对比例3中不同SA浓度及培养时间对红苞凤梨叶片可溶性蛋白含量的影响曲线。

图18为本发明对比例3中不同SA浓度及培养时间对红苞凤梨叶片可溶性糖含量的影响曲线。

图19为本发明对比例4中不同CaCl

图20为本发明对比例4中不同CaCl

图21为本发明对比例4中不同CaCl

图22为本发明对比例4中不同CaCl

图23为本发明对比例4中不同CaCl

具体实施方式

在本发明的描述中，需要说明的是，实施例中未注明具体条件者，按照常规条件或制造商建议的条件进行。所用试剂或仪器未注明生产厂商者，均为可以通过市售购买获得的常规产品。

下面结合附图和具体的实施例对本发明做进一步详细说明，所述是对本发明的解释而不是限定。

在本发明的具体实施例中，生理生化指标的测定均以叶片为材料，样品的选取采用随机抽样法进行，重复3次。具体包括以下指标：

(1)外观形态指标：包括叶片颜色，叶片卷曲和枯萎程度。每个指标按叶片受冷害的程度不同将其分为3个等级。分级标准如表1所示。

表1 外观分级标准

(2)叶绿素的测定：使用80％丙酮法(熊庆娥，植物生理学实验教程[M]，成都：四川科学技术出版社，2003.8)。

Ca＝(12.7OD

Cb＝(22.9OD

Ct＝Ca+Cb＝(20.21OD

式[1]～[3]中，OD为测定波长下的光密度值，下标表示测定波长；V为叶绿素提取液总体积(ml)；W为材料鲜重(g)；Ca为叶绿素a的浓度；Cb为叶绿素b的浓度；Ct为总叶绿素浓度。

(3)可溶性糖和MDA的测定：参照现代植物生理学实验指南(熊庆娥，植物生理学实验教程[M]，成都：四川科学技术出版社，2003.8)。

C1(μmol/l)＝11.71OD

C2(μmol/l)＝6.45(OD

可溶性糖的含量(μmol/gFW)＝C×V×10-3/W， [6]

丙二醛含量(μmol/gFW)＝C×V×10-3/W， [7]

式[4]～[7]中，C1：提取液中可溶性糖的浓度(μmol/l)；C2：提取液中MDA的浓度(μmol/l)；C：提取液中MDA或可溶性糖的浓度(μmol/l)；V：样品提取液总体积(ml)；W：样品鲜重(g)。

(4)可溶性蛋白的测定：采用考马斯亮蓝G-250法(熊庆娥，植物生理学实验教程[M]，成都：四川科学技术出版社，2003.8)。

蛋白质含量(mg/g)＝(查得的蛋白质含量(μg)×提取液总体积(ml)×稀释倍数)/(样品质量(g)×测定时用提取液体积(ml)×1000)

(5)SOD活性的测定：参照李合生的氮蓝四唑法(李合生，植物生理生化实验园林和测定技术[M]，北京:高等教育出版社，2003.6)。

SOD活性(酶活单位·FW/g)＝2(A1-A2)×V/A1×W×Vt， [8]

式[8]中，A1：照光对照管的吸光度；A2：样品管的吸光度；V：样品液的总体积(ml)；Vt：测定样品时样品用量(ml)；W：鲜重(g)

(6)POD活性的测定：参照愈创木酚法(熊庆娥，植物生理学实验教程[M]，成都：四川科学技术出版社，2003.8)。

以每分钟内△A470变化0.01为1个过氧化物酶活性单位，计算其活力。

过氧化物酶活性

式[9]中，△A

(7)CAT活性的测定：采用紫外吸收法，在孔祥生(孔祥生，植物生理学实验技术[M]，北京：中国农业出版社，2008.2)的方法上稍加变动，取1cm口径石英比色杯，依次加入0.2ml酶液(以提取液做参比)、2.3ml 0.05mol/L PH7.8磷酸缓冲液混匀，放入比色槽中加入0.5ml0.1MH

过氧化氢酶活性

式[10]中，V

(8)组织浸出液电导率：采用电导仪法(熊庆娥，植物生理学实验教程[M]，成都：四川科学技术出版社，2003.8)。

相对电导率(％)＝样品煮前电导率(μs/cm)/样品煮后电导率(μs/cm)×100，危害程度＝冻害处理的相对电导率/对照的相对电导率。

采用SPSS、Excel等软件对上述指标数据进行处理和分析，并进行方差分析和LSD检验。

实施例1

本实施例提供一种提高红苞凤梨抗寒性的方法，包括以下步骤：

步骤1，将高度为3～4cm、具有3-5条根和5-8片叶红苞凤梨组培苗加入含有ABA的MS培养基培养，培养过程的控制参数为：ABA在所述MS培养基中的终浓度为8mg/L，培养温度为25±2℃，光照度为15001x，湿度为80％，培养时间为30d。

步骤2，培养完成后，转入人工气候培养箱中进行低温锻炼处理，控制参数为：温度为5℃，湿度为80％，光照时间为10h/d，光照度为15001x，处理5天。

对本实施例处理完的红苞凤梨测定其外观分级、叶绿素含量、可溶性糖和MDA含量、可溶性蛋白含量、SOD/POD/CAT活性和组织浸出液电导率，具体如下：

(1)外观形态：叶片颜色A等级，叶片卷曲程度B等级，叶片枯萎程度B等级。

(2)叶绿素含量为0.35mg/gFW，可溶性糖含量为14.10mg/gFW,MDA含量为1.20ug/mgFW,可溶性蛋白含量为2.50mg/Gfw,SOD活性为166.4u/(g·h)FW，POD的活性为6.77u/(min·g)FW，CAT的活性为10.8u/(min·g)FW，组织浸出液电导率为16％。

实施例2

本实施例提供一种提高红苞凤梨抗寒性的方法，包括以下步骤：

步骤1，将高度为3～4cm、具有3-5条根和5-8片叶红苞凤梨组培苗加入含有SA的MS培养基培养，培养过程的控制参数为：SA在所述MS培养基中的终浓度为5mg/L，培养温度25±2℃，光照度为15001x，湿度为80％，培养时间为20d。

步骤2，培养完成后，转入人工气候培养箱中进行低温锻炼处理，控制参数为：温度为5℃，湿度为80％，光照时间为10h/d，光照度为15001x，处理5天。

对本实施例处理完的红苞凤梨测定其外观分级、叶绿素含量、可溶性糖和MDA含量、可溶性蛋白含量、SOD/POD/CAT活性和组织浸出液电导率，具体如下：

(1)外观形态：叶片颜色A等级，叶片卷曲程度B等级，叶片枯萎程度B等级。

(2)叶绿素含量为0.38mg/gFW，可溶性糖的含量为14.00mg/gFW，MDA的含量为1.10ug/mgFW，可溶性蛋白含量为3.20mg/gFW,SOD活性为460.26u/(g·h)FW，POD的活性为7.85u/(min·g)FW，CAT活性为10.93u/(min·g)FW，组织浸出液电导率为16％。

实施例3

本实施例提供一种提高红苞凤梨抗寒性的方法，包括以下步骤：

步骤1，将高度为3～4cm、具有3-5条根和5-8片叶的红苞凤梨组培苗移入含有CaCl

步骤2，培养完成后，转入人工气候培养箱中进行低温锻炼处理，控制参数为：温度为5℃，湿度为80％，光照时间为10h/d，光照度为15001x，处理5天。

对本实施例处理完的红苞凤梨测定其外观分级、叶绿素含量、可溶性糖和MDA含量、可溶性蛋白含量、SOD/POD/CAT活性和组织浸出液电导率，具体如下：

(1)外观形态：叶片颜色A等级，叶片卷曲程度B等级，叶片枯萎程度B等级。

(2)叶绿素含量为0.50mg/gFW，可溶性糖为14.00mg/gFW，MDA含量为0.30ug/mgFW，可溶性蛋白含量为5.00mg/gFW，SOD活性为256.77u/(g·h)FW，POD活性为11.25u/(min·g)FW，CAT活性为12.4u/(min·g)FW，组织浸出液电导率为13％。

实施例4

参数考察过程：

(1)考察了人工气候培养箱中一系列低温处理时间(0d、1d、3d、5d、7d、9d)对红苞凤梨叶片外观形态、相对电导率、叶片MDA含量、叶绿素含量、SOD/CAT/POD、可溶性蛋白、可溶性糖的影响，其他实验条件同实施例1。外观形态结果如表2所示。

表2 不同处理时间对叶片外观形态的影响

通过表2的数据可以看出，第5d开始，红苞凤梨叶片的叶缘开始卷曲，叶尖开始枯萎并偶有褐斑出现，第7d枯萎症状扩大，9d后枯斑面积达到叶面积的20％。

图1显示，在低温处理5d时相对电导率达到最小值。说明低温锻炼5d，在一定程度上缓解了红苞凤梨叶片膜损伤程度，再延长低温时间则膜透性增加(相对电导率是衡量细胞膜透性的重要指标)。

图2显示，红苞凤梨叶片MDA含量在0-5d时逐步下降，到第5d时为0d时的73.73％，之后又逐步上升，到第9d时接近处理0d的水平。这也与相对电导率变化趋势基本一致。

图3显示，红苞凤梨叶片的叶绿素含量在低温锻炼0-5d内缓慢上升，在第5d时显著高于处理0d，比0d提高了27.09％。在5d后叶绿素含量下降，到第9d时达到最低，比处理0d降低了33.49％。

图4显示，SOD活性在处理第1d时无显著升高，到第3-5d显著升高，在第5d时达到最高，为处理0d时的3.6倍。5d后SOD活性开始下降，至第9d时已降为第5d时的51.54％。

图5显示，POD的活性在第1d显著上升，为处理0d的1.77倍，之后1-5d内POD活性无显著变化，在第5d时POD活性最高，是处理0d的2.11倍，在5-9d内POD活性略有下降，但变化不显著。

图6显示，CAT活性在低温锻炼第1-3d内没有显著变化，但到第5d时显著升高，达到处理0d的1.25倍，之后显著下降，在7d时为第5d的53.09％，处理9d后与第7d无显著变化。在整个低温处理期间红苞凤梨叶片SOD活性变化幅度都高于POD和CAT活性。

图7显示，可溶性蛋白含量在处理第1d后即显著上升，到第5d时达到最高，是处理0d的1.66倍。处理第7d时，可溶性蛋白含量显著下降，而7-9d内可溶性蛋白含量没有显著变化。

图8显示，可溶性糖含量在低温锻炼前5d逐渐升高，第5d时为处理0d的1.4倍，5d后逐步下降，在9d时仅为第5d的27.7％，第0d时的67.11％。

因此，综合考虑，将低温处理时间定在3～7d，优选为5d。

同样，对实施例2和实施例3也按照实施例4的方式进行了低温处理的考察，低温处理时间定在3～7d，优选为5d。综上，实施例1、实施例2和实施例3的处理在低温锻炼的基础上进一步提高了红苞凤梨的抗寒性。

(2)考察了不同ABA浓度(1、2、4、8、12mg/L，分别对应A1、A2、A3、A4、A5)及培养时间(10d、20d、30d、40d)对红苞凤梨相对电导率、叶片MDA含量、叶绿素含量、SOD/CAT/POD、可溶性蛋白、可溶性糖的影响，其他实验条件同实施例1。

图9显示，ABA各浓度培养10-40d后的红苞凤梨叶片相对电导率都有显著下降。在培养10-20d后各处理相对电导率下降，且都在20d时下降到最低值，在培养20-40后则缓慢上升。在含ABA培养基上培养20d后，处理A4的相对电导率最低，低于不添加ABA的对照组(CK)91.74％，而且分别比处理A1、A2、A3、A5降低了16.3％、27.47％、36.15％、10.49％。在含ABA培养基上培养30d，40d后，各处理与CK相比都有显著的差异，而且A4的相对电导率一直为最低值。

图10显示，ABA各浓度培养10-40d后的红苞凤梨MDA含量在培养10-30d后无显著变化，而在培养30-40d后，MDA含量显著上升。各处理在培养10-40d的过程中MDA含量始终低于CK，在培养20d后，各处理达到最低值。处理A4MDA含量在20d时仅为CK的42.67％，在40d时为CK的75.73％，均低于其他各处理。在培养10-30d之间不同浓度处理之间差异显著，而在培养30-40d后差异不显著，各处理间MDA含量大小顺序为A3＞A2＞A1＞A5＞A4。

图11显示，处理A1-A3在培养10-40d后低温处理的过程中，叶绿素的含量均低于CK，在浓度A3中培养30d时叶绿素含量达到最低值，为CK的69.52％。然而，处理A4、A5的叶绿素含量一直高于CK，在A4培养基上培养20d后，叶绿素含量比A1、A2、A3、A5高39.51％、66.44％、72.92％和7.54％。在A4培养基上培养30d叶绿素含量达到最大值，分别高于CK17.51％和9.09％，在培养40d时达到最小值，但仍然分别高于CK15.15％和2.54％。

表3给出了不同浓度及时间ABA处理对红苞凤梨叶片SOD、CAT和POD活性的影响。

表3 不同浓度及时间ABA处理对红苞凤梨叶片SOD、CAT和POD活性的影响

通过表3的数据可以看出，整体上，经过ABA处理过的红苞凤梨叶片SOD活性显著高于对照。在培养10d时，各处理的SOD活性升高不显著，处理A4的SOD活性是CK的1.14倍，而处理A3只比CK高了0.25％。在培养20-40d时各处理都能维持较高的活性，在30d时，各处理的SOD活性达到最大值，处理A4的SOD活性一直显著高于其他浓度处理，达到CK的4.36倍，而处理A5也达到CK的3.45倍。在A1-A3处理浓度之间，随着浓度的增加，SOD活性下降，但始终高于CK。各处理的SOD活性大小顺序为A4＞A5＞A1＞A2＞A3＞CK。

在整个处理过程中，各处理都维持了较高的POD活性，均呈现先升高(10-20d)后降低(20-40d)的趋势，与CK相比较都有比较明显提高。在ABA培养20d时，各处理POD活性达到最大值，分别比CK高了67.46％、50.29％、36.21％、98％、91.56％，处理A1-A3之间随着浓度的增加，POD活性下降。处理A4在所有处理中POD活性最高，在10、20、30、40d分别比CK高了95.95％、98％、97.87％、52.77％。各浓度处理间的POD活性也存在着差异，处理A4一直高于其他处理，在20d时，分别比A1、A2、A3、A5高18.23％、31.75％、45.36％、3.36％。

与SOD、POD不同，处理A1、A2、A3的CAT活性在培养10-40d内一直呈现下降趋势，且随着浓度增长下降越明显，在培养30d以后，已全部低于处理CK，在培养30d时，CAT活性是CK的75.57％、64.55％、57.43％。因此，与CK相比，处理A1、A2、A3的差异性不显著。而处理A4、A5一直显著高于CK，提高了红苞凤梨的CAT活性；处理A4在处理30d时CAT活性达到最大值，高于CK 66.64％，处理A5则在20d时达到最大值，高于CK56.82％。

图12显示，处理A1、A4、A5可溶性蛋白含量在整个处理过程中一直高于对照CK，在培养10-40d后，处理A4还一直高于其他浓度处理；各处理的最大值出现在培养30d时，分别高于CK3.28％、26.49％、14.81％。而处理A2、A3在整个处理过程中一直低于处理CK，在40d时达到最小值，分别低于CK15.78％和19.88％。

图13显示，在处理10d时，各处理浓度下可溶性糖含量都高于CK，在处理20-40d时，各处理可溶性糖含量表现出下降趋势，在40d时，已与CK无显著差异。处理A1、A4、A5可溶性糖含量在培养10、20、30d后都显著高于CK，处理A4在培养20d时达到最大值，高于CK58.54％；而在培养40d时差异不显著，处理A1、A4、A5只低于CK6.07％、16.36％和0.16％。处理A2、A3培养20-40d内，可溶性糖含量则一直低于CK。说明8mg/LABA处理20d可显著提高红苞凤梨叶中的可溶性糖含量。

因此，综合考虑，本发明步骤1的培养过程，ABA浓度在6～10mg/L，培养时间在20～30天。并且将ABA浓度8mg/L，培养时间30天作为优选条件。

(3)考察了不同SA浓度(1、2、3、4、5mg/L，分别对应S1、S2、S3、S4、S5)及培养时间(10d、20d、30d、40d)对红苞凤梨相对电导率、叶片MDA含量、叶绿素含量、SOD/CAT/POD、可溶性蛋白、可溶性糖的影响，其他实验条件同实施例2。

图14显示，SA处理后的红苞凤梨相对电导率全都有所下降，呈现出先下降(10-30d)后上升(30-40d)的趋势。在培养10、20、30d时，各处理红苞凤梨叶片相对电导率显著低于不添加SA的对照(CK)；培养30d时，各处理的相对电导率值最低，分别低于CK51.98％、34.68％、31.13％、76.69％、77.51％；在培养40d时，各处理与CK相比无显著差异。处理S1、S2、S3随着SA浓度的增加，相对电导率增加；处理S5的相对电导率在培养10、20、30d内一直显著低于CK和其他浓度处理，在30d时，达到最小值，分别低于S1、S2、S3、S4处理14.38％、24.13％、26.13％、0.46％。

图15显示，不同浓度及时间处理下的红苞凤梨叶片MDA含量全都低于对照CK。处理S1、S3、S4、S5随着处理时间的延长，MDA含量稳步降低，与CK相比有显著差异；在SA中培养10d时各处理之间无显著差异；在40d时各处理达到最小值，分别是CK的60.65％、91.33％、45.75％、41.09％；处理S2与CK相比MDA含量无显著差异。处理S5在培养20、30、40d时MDA含量一直显著低于对照及其他浓度处理，在40d时的MDA含量达到最低值，分别比处理S1、S2、S3、S4低了32.24％、47.62％、55.01％、10.18％，因此细胞过氧化产物积累最少。

图16显示，处理S4叶绿素含量显著高于CK，在培养30d时达到最大值，分别高于CK34.82％、12.31％。处理S2、S3在培养10-40d的过程中叶绿素含量都低于CK，处理S3在培养20d时最高，低于对照25.61％，表明叶绿素即使在经过S2、S3处理后也受到了不同程度的破坏。处理S1、S5虽然叶绿素含量一直高于对照，但是与CK相比差异不显著，表明SA处理对提高红苞凤梨叶绿素含量效果不显著。

表4给出了不同浓度及时间ABA处理对红苞凤梨叶片SOD、CAT和POD活性的影响。

表5 不同浓度及时间SA处理对红苞凤梨叶片SOD、CAT和POD活性的影响

从表5可以看出，整体上，经过SA处理的红苞凤梨叶片SOD活性都有所上升，培养20-30d时比培养10-20d略有降低,但都显著高于对照CK。处理S1、S2、S3、S4在培养20d时SOD活性最高，与CK差异显著，但处理间没有显著差异，分别是CK的3.64倍、3.43倍、3.63倍和3.64倍；在培养10、30、40d时SOD活性也有所提高，但提高幅度明显低于20d。处理S5与CK存在显著差异，在培养10、20、30、40d时分别是CK的4.83倍、5.12倍、5.64倍和4.22倍；在培养30d时分别是处理S1、S2、S3、S4的1.36倍、3.43倍、3.38倍和1.22倍。

在整个处理过程中，S1、S4、S5的POD活性与对照相比较都有显著差异；其中处理S5在处理20d和30d时与对照CK相比提高幅度最大，分别提高了84.19％、69.85％，差异显著；处理S2的SOD活性虽有提高，但与对照相比无明显差异，在培养10-40d内分别低于CK2.28％、2.03％、2.02％和2.69％。而处理S3的SOD活性完全低于对照，在培养20d时POD活性值最低，低于CK40.47％。

与SOD相同，经过SA处理后的各处理CAT活性在整个处理过程中都高于处理CK。处理S4、S5一直都显著高于CK，在处理20d时处理S4、S5达到最大值，分别比对照CK高75％、86.36％。处理S1、S2、S3在培养10，20，30，40d虽然CAT活性与处理CK相比有所上升，但无明显差异。各处理CAT活性增加幅度大小的顺序为S5＞S4＞S1＞S2＞S3。

图17显示，经过SA处理的可溶性蛋白含量在整个处理过程中都高于CK。处理S1、S4、S5的可溶性蛋白含量与CK相比有显著差异，在培养20d时各处理可溶性蛋白含量急剧下降，分别比CK高23.06％、62.86％、76.81％；在培养30d时可溶性蛋白含量急剧上升，之后稍后略有回落；处理S5的可溶性蛋白含量在培养30d时达到最大值为CK的1.68倍，处理S1、S2、S3、S4为S5的62.72％、56.35％、45.61％、82.09％。处理S2、S3相较于CK，虽然含量有所上升但无显著差异。各处理可溶性蛋白含量多少的顺序为S5>S4>S1>S2>S3>CK。

图18显示，所有SA处理的可溶性糖含量在整个处理过程中都高于对照CK，呈现出先下降(10-20d)后上升(20-40d)的趋势。处理S5可溶性糖含量显著高于CK和其他浓度处理，在处理20d时达到最大值，高于对照59.64％，同时分别比处理S1、S2、S3、S4高19.96％、30.58％、48.19％和12.49％。处理S1、S2、S3、S4虽然可溶性糖含量高于CK，但与处理CK之间差异不显著。

因此，综合考虑，本发明步骤1的培养过程，SA浓度在3～5mg/L，培养时间在20～30天。并且将SA浓度5mg/L，培养时间20天作为优选条件。

(4)考察了不同CaCl

图19显示，经过不同浓度和时间CaCl

图20显示，经过不同浓度及时间CaCl

图21显示，各CaCl

表5给出了不同浓度及时间CaCl

表5 不同浓度及时间CaCl

从表5可以看出，整体上，经过CaCl

在整个处理过程中，所有浓度CaCl

与SOD、POD相同，经过CaCl

图22显示，各CaCl

图23显示，所有CaCl

因此，综合考虑，本发明步骤1的培养过程，CaCl

综上，采用本发明处理后的红苞凤梨，可以提高其体内的保护酶系统(SOD、POD、CAT)活性，来减轻低温胁迫对红苞凤梨的伤害，使叶片结构保持完整性，缓解了叶绿素降解，促进了光合作用，从而提高了红苞凤梨的整体抗寒性。

以上所述实施例仅表达了本发明的几种实施方式，其描述较为具体和详细，但并不能因此而理解为对本发明专利范围的限制。应当指出的是，对于本领域的普通技术人员来说，在不脱离本发明构思的前提下，还可以做出若干变形和改进，这些都属于本发明的保护范围。因此，本发明专利的保护范围应以所附权利要求为准。